search for




 

Correlation of Root System Architecture at Early Seedling Stage and Coleoptile Length and Grain Properties of Korean Wheat Cultivars
국내 밀 품종의 유묘기 뿌리 특성과 초엽 길이 및 종자 특성 간 상관 분석
Korean J. Breed. Sci. 2024;56(2):113-124
Published online June 1, 2024
© 2024 Korean Society of Breeding Science.

Kyeong-Min Kim1†, Sumin Hong2†, Myung-Goo Choi1, Changhyun Choi1, Myoung Hui Lee1, Mira Yoon1, Chon-Sik Kang1, Ki-Chang Jang1, Youngjun Mo2, and Chul Soo Park2*
김경민1†⋅홍수민2†⋅최명구1⋅최창현1⋅이명희1⋅윤미라1⋅강천식1⋅장기창1⋅모영준2⋅박철수2*

1National Institute of Crop Science, Rural Development Administration, Wanju, 55365, Republic of Korea
2Department of Crop Science and Biotechnology, Jeonbuk National University, Jeonju, 54896, Republic of Korea
1국립식량과학원
2전북대학교 작물생명과학과
Correspondence to: Chul Soo Park
TEL. +82-63-270-2533
FAX. +82-63-270-2640
E-mail. pcs89@jbnu.ac.kr

Author Contributions Kyeong-Min Kim and Sumin Hong contributed equally.
Received April 23, 2024; Revised May 8, 2024; Accepted May 8, 2024.
This is an Open-Access article distributed under the terms of the Creative Commons Attribution Non-Commercial License (http://creativecommons.org/licenses/by-nc/3.0) which permits unrestricted non-commercial use, distribution, and reproduction in any medium, provided the original work is properly cited.
Abstract
To stably produce domestic wheat under water-scarce environmental conditions due to climate change, root characteristics with excellent water utilization rates are crucial. In this study, we analyzed the root and grain phenotypes of 37 domestic wheat varieties over a two-year period by combining the results of genetic mutations related to semi-dwarfing and grain size. Root length was positively correlated with maximum root depth (r=0.76**) and total seminal root length (r=0.54**), whereas it was negatively correlated with the number of roots (r=-0.33**) and root angles (r=-0.51**). The thousand-kernel weight was positively correlated with embryo width (r=0.34**) and embryo area (r=0.33**) but was not correlated with other root traits. Embryo length was positively correlated with the number of roots (r=0.34**) and coleoptile length (r=0.42**). Phenotypic analyses of roots and grains, along with genotypic analyses of semi-dwarfing (Rht-B1 and Rht-D1) and grain size (TaCWI-4A, TaCWI-5D, TaGW2-6A, TaSus2-2B) genes, revealed that the Rht-D1b genotype led to reduced root depth, increased root angles, and reduced coleoptile length. TaCwi-A1, TaCWI-5D, TaSus2-2B, and TaGW2-6A, possessing the alleles TaCwi-A1a, Hap-5D-C, Hap-L, and Hap-6A-G associated with a larger grain size, resulted in an increased number of roots and root depth. Domestic wheat varieties were categorized into three clusters based on root, grain, and coleoptile trait characteristics, with 15 varieties in Cluster I, 9 in Cluster II, and 13 in Cluster III. The results of this study can be utilized in basic research to develop varieties that can produce stable domestic wheat by selecting resources with excellent root growth and seed characteristics.
Keywords : wheat, seedling, root, coleoptile length, grain properties
서언

밀 재배 기간 중 기후변화에 따른 물 부족 환경에서 수량을 안정적으로 유지하기 위해서는 뿌리 깊이와 바이오매스 확보를 통한 수분 이용률 증진이 매우 중요하다(El-Rawy et al. 2014, Ober et al. 2021, Zampieri et al. 2017). 식물체의 뿌리 구조(root system architecture)는 밀 수량과 밀접한 상관이 있는데 뿌리의 바이오매스가 크고 길수록 밀 생육이 좋고 군집의 온도가 낮으며, 기공 전도도가 좋고 엽 면적도 증가하여 수량이 증가한다(Hendriks et al. 2015, Lynch 2007, Palta et al. 2011, Smith & Smet 2012). 뿌리 구조를 객관적으로 정량화 할 수 있는 비파괴적 표현형 분석 관련 연구가 최근 많이 수행되고 있지만, 시간과 비용이 많이 들고 유전성도 낮기 때문에 일반적으로 밀 군집의 온도나 수분을 간접적으로 측정하여 뿌리의 구조 특성을 추론한다(Pflugfelder et al. 2022, Rebetzke et al. 2013, Watt et al. 2020).

밀이 생육하는 토양에서 일어나는 뿌리 시스템과 관련성이 적은 경우도 있지만 통제된 환경인 화분, 상자, 폴리염화 비닐(Polyvinyl chloride, PVC) 튜브에서 재배하여 토양을 제거하고 측정하는 방법이나, 토양이 없는 조건(한천, 발아 종이(Germination paper) 또는 수경 재배)에서 평가하는 Root System Architecture (RSA) 표현형 분석이 육종 프로그램에 활용되고 있다(Adeleke et al. 2020, Gioia et al. 2016, Guo et al. 2021, Hannan et al. 2021, Nagel et al. 2012, 2020, Ober et al. 2021, Rich et al. 2020, Richard et al. 2015). 뿌리 구조는 뿌리 수(Root number), 뿌리 신장(Root elongation)과 뿌리 각도(Root angle)의 3가지 특성에 의해 결정되며 이를 통하여 개별 뿌리의 수, 신장률 및 각도를 확인할 수 있다(Perkins & Lynch 2021, Rich & Watt 2013, Tracy et al. 2020).

좁은 뿌리 각도를 지닌 품종이 더 깊은 곳에서 물을 흡수하기 때문에 이러한 뿌리 각도는 뿌리 구조 표현형에서 제일 중요한 항목으로 실제로 밀 육종프로그램에서 선발지표로 활용되고 있다(Manschadi et al. 2006, Pflugfelder et al. 2022, Richard et al. 2018, Watt et al. 2020). 유묘기 뿌리 구조 표현형이 실제 포장 생육 및 수량과 상관이 높기 위해서는 전작 조건(Prior field conditions) 이나 강우와 포장 관리 등 포장 용수량 관리가 우선적으로 필요하며, 유묘기 뿌리 구조는 성숙기 뿌리 구조와도 밀접한 상관이 있기 때문에 적정 질소시비와 질소 이용효율을 높이기 위해서도 뿌리 구조 최적화가 필요하다(Adeleke et al. 2020, Bai et al. 2019, Rich et al. 2020).

포장에서 뿌리 구조 표현형을 객관적으로 정량화 할 수 있는 분석 방법이 개발되기 시작하였으며, 관련된 양적형질좌위(QTLs)에 대한 연구와 밀 뿌리 형성과 관련 있는 유전자들이 보고되고 있다(Atkinson et al. 2015, Bai et al. 2013, Christopher et al. 2013, Hamada et al. 2012, Hohn & Bektas 2020, Iehisa et al. 2014, Kobayash et al. 2010, Kulkarni et al. 2017, Mori et al. 2020, Ren et al. 2012, Uga et al. 2013, Wojciechowski et al. 2009, Zhang et al. 2013). 유묘기 종자근 뿌리 각도와 관련된 29개 QTLs이 1A, 2B, 3B, 3D, 4D, 6D, 7A와 7D 염색체에 위치하였다. 특히 6D 염색체에 위치한 11개 QTLs은 유묘기 종자 뿌리 생육과 밀접한 관련이 있는 것으로 나타났고, 종자근의 뿌리 각도에 관련된 QTLs는 2A (QRA.qgw-2A), 2DS (QRA.ucr-2D), 3D (QRA.qgw-3D), 5BL (qRA.ucr-5B), 5BS (QSra.obu-5BS), 6A (QRA.qgw-6A), 6AL (QSra.obu-6AL), 6B (qRA.qgw-6B.1, QRA.qgw-6B.2), 6BL (QSra.obu-6BL), 6DL (QSra.obu6-DL), 7A (qRA.ucr-7A)와 7BS (QRA.ucr-7B) 염색체에 위치하였고, 유묘기 종자근 개수 관련 QTLs는 1B (qRN.qgw1B), 3A (qRN.qgw-3A, qRN-3A, Xgwm666.3-Xbarc19), 3B (qRN1.qgw-3B), 3D (qRN-3D, Xcfd9-Xgwm114) 4A (QRN.qgw-4A.1, qRN-qgw-4A2), 4B (qRN-4B, Xgwm368-Xbarc90), 5A (Qrn, Xwmc150), 6A (QRN-qpw-6A, qRN-6A, Xgwm570-Xgwm169.2) 6B (qRN-6B, NP303103-Xcfd13), 6D (qRN-6D, Xgwm55.3-Xgdm14.6)에서, 그리고 유묘기 종자 뿌리 길이 관련 QTLs은 1B (qDRR-1, Xgwm140), 2B (qTaLRO-B1, Xgwm210-Xbarc1138.2), 5D (qDRR-2, Xwmc97)와 6A (qLRL-6A, Xgwm570-Xgwm169.2)에서 보고되었다(Hamada et al. 2012, Ren et al. 2012, Christopher et al. 2013, Zhang et al. 2013, Atkinson et al. 2015, Hohn & Bektas 2020, Mori et al. 2020). 벼에서 종자근 뿌리 각도에 관련된 유전자인 DRO1 (Deeper Rooting 1)이 밝혀졌고, 밀에서 DRO1 orthologs 가 5AL (TRIAE_CS42_5AL_TGACv1_ 374418_ AA1199770), 5BL (TRIAE_CS42_5BL_ TGACv1_405332_AA1325250)과 5DL (TRIAE_ CS42_5DL_TGACv1_ 433409_AA1412320) 염색체에 위치한 걸로 알려졌으며, 이미 보고된 4개의 다른 QTLs (QSra.obu-5BS, QSra.obu-6AL, QSra.obu-6BL, QSra.obu-6DL)도 밀에서 발현되는 DRO1 orthologs로 밝혀졌다(Kulkarni et al. 2017, Mori et al. 2020, Uga et al. 2013). 또한, 밀의 질소이용효율(nitrogen use efficiency, NUE), 종실 단백질 함량 및 수량과 밀접한 관련이 있는 TaLAMP1 (Like Altered Meristem Program 1 from wheat)는 유묘기 측근 길이와 질소 흡수와 관련 있었고, 종자 발아시 주근(Primary root)의 생육은 ABA (Abscisic acid)와 브라시노스테로이드(Brassinosteroid) 생합성 및 이와 관련된 활성산소(Reactive oxygen species) 분포 상관이 있는 것으로 알려져 있다(Iehisa et al. 2014, Kobayash et al. 2010).

주요 밀 생산국은 전작 조건에서 재배하며 기후변화에 대한 생산 안정성 확보를 위해 뿌리 생육을 포함한 초기 생육이 수량 안정성에 미치는 영향에 대한 연구가 활발하지만, 이모작으로 논에서 재배되는 국내에서는 관련 연구가 미흡한 실정이다. 본 연구에서는 국내 밀 품종의 생육 초기의 뿌리 생육과 수확 후 종실 특성을 평가하여 안정적인 초기 생육을 유지하고 수량 안정성이 유지되는 품종 선발의 기초자료를 제공하고자 수행되었다.

재료 및 방법

공시재료

본 연구에 이용된 재료는 국내 육성 밀 37개 품종을 2개년(2021, 2022.) 간 농촌진흥청 국립식량과학원 밀연구팀 전작 포장에서 재배한 원맥을 사용하였다. 파종 방법은 조파로 휴폭(25 cm)×파폭(5 cm)×휴장(2 m) 간격으로 2반복 하였고 재배방법 및 생육 관리는 농촌진흥청 표준재배법(RDA, 2012)에 준하였다. 수확은 출수 후 50일에 하였으며, 수확 후 탈곡 된 원맥을 수분 함량이 12% 이하가 되도록 건조하였고 2.0 mm 체로 정선 된 건전립을 10℃ 저온실 보관하였다.

종자 뿌리 길이와 각도 측정

수확된 종실은 충분히 건조한 후 2.0 mm 체를 이용하여 정선한 후 분석에 이용하였다. 종자 뿌리 특성은 Hohn & Bektas (2020) 방법을 참고하여 검정하였다. 품종당 20립 종자를 4% Clorox bleach 용액 15 mL에 10분간 담근 후 증류수를 이용하여 5회 세척하고, 종실의 수분 흡수를 위해 24시간 상온에 방치하였다. 물에 충분히 적신 12 cm×18 cm 크기의 germination pouches (PytoAB Inc., USA)에 2개 종자를 3 cm 간격으로 배(Embryo) 부분이 아래로 위치하게 배치하였다. 종자와 germination pouches를 지퍼백에 넣고 증류수를 8 cm 높이까지 채우고 밀봉하여 20 cm×30 cm 크기의 Plexiglass plates 판 사이에 배치한 후 20℃ 암조건에서 7일 동안 처리하였다. 7일 후 germination pouches를 지퍼백에서 꺼내 Epson Perfection V39II (Seiko Epson Co., Japan) 스캐너를 이용하여 종자 뿌리를 이미지화 한 후 ImageJ (Abràmoff et al. 2004) 프로그램을 이용하여 분석하였다. 뿌리 개수(Number of root), 종자 뿌리 길이(Seminal root length), 종자 뿌리 깊이(Maximum depth), 전체 종자 뿌리 길이(Total seminal root length), 종자 두번째 뿌리와 세번째 뿌리의 각도(Root angle α, RAα)와 종자 뿌리 전체 각도(Root angle β, RAβ)를 측정하였다(Fig. 1a).

Fig. 1. Measuring seminal root angles (α and β), seminal root length, total seminal root length, seminal root depth (A), and embryo width and embryo length (B) using image analysis software (ImageJ). Angle α: The second and third root angles, Angle β: The entire root angles.

초엽 길이와 종실 무게 및 배 크기 측정

초엽 길이(Coleoptile length)도 종자 뿌리 특성 검정과 마찬가지로 germination pouch를 이용해 조사하였으며, 종자 소독 후 24시간 동안 수분을 흡수시킨 후, 5개 종자를 1 cm 간격으로 배치하고 20℃ 암조건에서 5일 동안 처리한 후 파우치를 꺼내어 초엽 길이를 측정하였다. 리터중(Test weight)은 정선된 종자를 1 L중 측정기(Seedburo Equipment Co., USA)를 이용하여 측정하였으며, 천립중(Thousand kernel weight)은 종자계수기(Pfeuffer GmbH, Germany)을 이용하여 1,000립의 무게를 조사하였다. 밀 종자의 배 이미지 수집을 위해 암막 처리된 챔버 내의 digital camera α6000 (Sony Co., Japan)에 30 mm MACRO 렌즈와 무선 리모컨을 설치해 100개 종자를 배가 위로 보이게 한 후 ImageJ (Abràmoff et al. 2004) 프로그램을 이용하여 배 폭(Embryo width), 배 길이(Embryo length)와 배 면적(Embryo area)를 측정하였다(Fig. 1b).

Genomic DNA 추출 및 PCR 분석

어린 식물체의 잎을 채취하여 액체 질소로 급속 냉동시킨 후 유발과 유봉을 이용하여 미세 분말로 분쇄한 뒤 -70℃에 보관하였으며, Genomic DNA는 잎 분말(100 mg)로부터 식물용 genomic DNA 분리 시약(Solgent, Korea)을 이용하여 추출하였다. PCR 분석은 VeritiTM Dx 96-Well Thermal Cycle (Applied Biosystem, USA)을 이용하였고, PCR에 사용한 Primer 정보 및 Annealing 온도는 Supplementary Table 1에서 정리하였다. PCR 조건은 94℃에서 5분간 denaturation 후 94℃에서 denaturation 30초, annealing 30초, 72℃에서 extension 1분을 35회 반복하였으며, 72℃에서 5분간 final extension을 진행하였다. PCR 산물은 1.5% Agarose gel을 이용해 전기영동 후 유전자 조성을 평가하였다. 반왜성 유전자들 중 염색체 4BS에 위치한 Rht-B1 유전자와 4DS에 위치한 Rht-Dl 유전자 조성은 Ellis et al. (2002) 방법에 따랐으며, 종실 크기 및 무게와 관련된 유전자들 중에서 국내 밀 품종에서 유의하게 차이 있는 것으로 보고된(Kim et al. 2020), TaCWI-4A, TaCWI-5D, TaGW2-6A, TaSus2-2BTaCwi-A1은 각각 Ma et al. (2012), Jiang et al. (2015), Su et al. (2011), Jiang et al. (2010)Ma et al. (2012)의 방법에 따라 분석하였다.

통계분석

모든 분석은 최소한 3회 이상 실행하였으며, SAS computer software package (SAS Institute, USA)을 이용하여 DMRT (Ducan' s multiple range test)와 ANOVA (Analysis of variance)를 분석하였고, 상관 관계는 Pearson’s correlation coefficients를 이용하여 p<0.01 수준에서 검정하였다. 군집분석은 R 통계프로그램의 함수인 “prcomp”으로 분석을 수행하였으며, 군집수는 NbClust Package 의 휴버트 지수(Hubert index)와 D index를 이용하였으며, 이미지화는 “autoplot” 함수를 사용하였다(The R Project f or Statistical Computing, R version 3.4.4 from https://www.r-project.org).

결과 및 고찰

국내 밀 품종의 뿌리 및 배 특성

2년간 측정한 37개 밀 품종의 뿌리 특성과 초엽 길이, 리터중, 천립중 및 배 특성의 정보는 Table 1에서 정리하였다. 종자 뿌리 길이, 종자 뿌리 깊이, 전체 종자 뿌리 길이, 초엽 길이 및 리터중은 2022년이 2021년에 비해 높았으며, 종자 뿌리 전체 각도(RAβ) 및 천립중은 2021년이 2022년에 비해 높았고, 배 특성은 연차간 차이가 없었다. 뿌리 각도는 뿌리 표현형에서 제일 중요한 항목이고, 호주밀의 뿌리 각도 분포는 72-106°였으며, 뿌리각도가 좁은 밀 품종의 뿌리 분포가 좋기 때문에 밀 육종프로그램에서 선발지표로 활용되고 있으며 관련 마커 활용도 고려되고 있다(Manschadi et al. 2006, Mori et al. 2020). 국내 품종의 뿌리 각도 분포는 87.3-142.6°로 넓었으며, 탑동(88.7°), 알찬(94.9°), 백찰(96.9°), 조중(95.1°), 수안(99.4°), 백강(87.3°), 조한(94.8°)이 100° 이하의 좁은 뿌리 각도를 나타내었다(Supplementary Tables 2, 3). 탑동은 가장 적은 종자 뿌리 개수(3.5개)를 나타내었으며, 조중은 종자 뿌리 깊이(18.0 cm)가 가장 길었다. 알찬은 배 길이(1.44 mm), 배 넓이(6.24 mm2), 초엽 길이(2.7 cm)가 가장 작았지만, 백강은 배 길이(2.25 mm), 배 넓이(11.61 mm2)와 전체 종자 길이(79.1 cm)가 가장 크고 길었다. 천립중이 높았던 금강(48.9 g), 한백(49.4 g), 백강(49.9 g), 새금강(48.2 g) 및 태중(54.2 g)은 배 폭, 배 길이 및 배 넓이 평균이 각각 1.73 mm, 1.99 mm, 10.86 mm2로 높았고, 뿌리 개수는 평균 4.8개로 많았으며, 종자 뿌리 깊이와 전체 종자 뿌리 길이 및 초엽 길이가 각각 16.5 cm, 61.7 cm, 3.7 cm로 길었다. 조은의 뿌리 개수는 5.4개로 가장 많았고, 초엽도 4.3 cm로 길었으나, 종자 뿌리 길이(15.7 cm)와 전체 종자 뿌리 길이(36.4 cm)는 가장 짧았다. 새올은 종자 뿌리 깊이가 13.5 cm로 가장 짧았고, 종자 두번째 뿌리와 세번째 뿌리의 각도(RAα) 및 뿌리 전체 각도(RAβ)가 75.8°와 141.8°로 다른 품종에 비하여 넓어 뿌리 각도가 넓었으며, 신미찰은 종자 뿌리 길이(20.9 cm)와 종자 뿌리 깊이(16.3 cm) 및 전체 종자 뿌리 길이(52.3 cm)가 다른 품종에 비해 길었지만, 종자 두번째 뿌리와 세번째 뿌리의 각도(RAα)가 66.6° 로 넓었고 초엽 길이가 2.7 cm로 짧았다.

Table 1

Mean values of root, coleoptile, grain, and embryo related traits for 37 Korean wheat varieties observed for two years.

Trait Year Average range

2021 2022
Root No. of Root 4.8az 4.6a 4.7±0.5 3.5-5.4
Root Length (cm) 16.4b 19.3a 17.9±1.4 15.7-20.9
Maximum depth (cm) 14.8b 17.4a 16.1±1.2 13.5-18.0
Total Root Length (cm) 50.9b 61.5a 56.2±9.5 36.4-79.1
Root Angle alpha (Å) 59.5a 58.3a 58.9±11.0 28.6-79.9
Root Angle beta (Å) 121.0a 109.0b 115.0±15.6 87.3-142.6
Coleoptile Coleoptile Length (cm) 3.3b 3.5a 3.3±0.5 2.5-4.3
Grain Test weight (g) 800.0b 817.0a 808.7±17.7 765.8-855.0
Thousand Kernel weight (g) 42.5a 40.8b 41.6±4.7 33.6-54.2
Embryo Embryo Width (mm) 0.61a 1.58a 1.59±0.1 1.36-1.79
Embryo Length (mm) 1.78a 1.79a 1.78±0.2 1.44-2.25
Embryo Area (mm2) 9.01a 8.94a 8.94±1.3 6.24-11.61

zValues followed by the same letters are not significantly different at p<0.05.



종자 뿌리 길이는 종자 뿌리 깊이(r=0.76**) 및 총 뿌리 길이(r=0.54**)와 양의 상관을 나타내었으며, 뿌리 개수(r=-0.33**)와 뿌리 각도 β(r=-0.51**)와는 음의 상관을 나타내었다(Fig. 2). 천립중은 배 폭(r=0.34**)과 배 넓이(r=0.33**)와 양의 상관을 나타내었지만 다른 뿌리 관련 형질과는 상관이 없었고, 배 길이가 뿌리 개수(r=0.34**) 및 초엽 길이(r=0.42**)와 양의 상관을 나타내었다. 이는 3번째 뿌리 이후 발생하는 뿌리의 개수와 길이가 종자 크기와 무관한 배 크기와 상관이 있다는 결과와 일치한다(Golan et al. 2018, Rebetzke et al. 2022).

Fig. 2. Correlations among traits for root, coleoptile, grain weight, and embryo in 37 Korean wheat cultivars. Pearson’s correlation coefficients significant at p<0.01 are shown and the color intensity of each box is proportional to the relevant correlation coefficient. NR: Number of root, SRL: Seminal root length, MD: Maximum depth, TSRL: Total seminal root length, RA α: Root angle α, RA β: Root angle β, CL: Coleoptile length, TW: Test weight, TKW: Thousands kernel weight, EW: Embryo width, EL: Embryo length, EA: Embryo area.

Rht 및 종실 크기 관련 유전자 변이와 종자 뿌리 및 배 특성 관계

밀 간장을 줄이는 유전자인 Rht (reduced height)는 밀 수량 증진에 기여하였지만 최근 재배 품종을 조사한 결과 Rht 유전자는 뿌리 생육을 저해하는 것으로 나타났으며, Rht-B1b는 초엽길이를 줄이는 것으로 나타났다(Wojciechowski et al. 2009, Bai et al. 2013, Xu et al. 2023). 본 연구에서 Rht-B1b은 뿌리 특성 및 초엽길이와 관련이 없었지만(Supplementary Table 4), Rht-D1b가 종자 뿌리 길이 감소(-1.2 cm) 및 종자 RAα 증가(+7.8°)와 RAβ 증가(+13.8°), 초엽 길이의 감소(-0.5 cm)에 유의미한 영향을 미쳐 유묘기 뿌리 생육 및 초엽에 부정적인 영향을 미치는 것으로 나타났다(Fig. 3a, Supplementary Table 4).

Fig. 3. The differences in seminal root length, root angle beta and coleoptile length according to composition of Rht-D1 (A); The differences in seminal root length, embryo length and embryo area according to composition of TaGW2-6A (B).

종실크기와 뿌리 생육 간의 관계를 확인하기 위해 본 연구에서는 종실크기 관련 유전자로 TaCwi-A1, TaCWI-4A, TaCWI-5D, TaGW2-6ATaSus2-2B를 평가하였다(Supplementary Table 4). 이전 연구에서 국내 밀 품종의 TaCWI-4ATaCWI-5D, TaGW2-6A, TaSus2-2B 유전자형에 따른 종실무게 차이가 유의미한 것으로 나타났지만, TaCwi-4ATaCWI-5D는 이전 결과와 다르게 리터중과 천립중에 유의미한 영향을 미치지 못했고, TaGW2-6ATaSus2-2B는 각각 리터중 및 천립중에 유의미한 영향을 나타내었다(Kim et al. 2020). TaCwi-A1는 종실무게 증가와 관련된 대립인자인 TaCwi-A1a를 가질 때 RAβ (-13.8°) 감소를 나타냈지만, TaCWI-4A는 뿌리 특성 및 배 특성에 유의미한 영향을 나타내지 않았다. TaCWI-5D는 높은 천립중을 나타내는 Hap-5D-C를 가질 때 종자 뿌리 길이의 증가(+1.5 cm)와 종자 뿌리 깊이 증가(+1.7 cm)를 나타내었으며, TaSus2-2B는 국내품종에서 큰 종실크기를 나타내는 Hap-L을 가질 때 배 넓이 증가(+1.37 mm2) 및 뿌리 개수의 증가(+0.4)가 나타났다. TaGW2-6A는 중국 품종에서 Hap-6A-A를 가질 때 천립중이 높았으며, 국내품종에서는 반대로 Hap-6A-G를 가질 때 천립중이 높은 것으로 나타났지만(Su et al. 2011, Kim et al. 2020), 본 연구에서는 대립인자에 따른 천립중 차이가 없었고, Hap-6A-A를 가진 품종의 리터중(812 g)이 Hap-6A-G를 가질 때(799 g)보다 높았다. Hap-6A-A를 지닐 때 숙기가 빠른 것으로 알려져 있으며, 국내 조숙 품종인 조은, 조경, 조농, 조품, 조아, 조중 및 조한이 Hap-6A-A를 가지기 때문에, 재배 기간이 짧은 국내환경에서 충분한 등숙이 이루어져 리터중 증가가 나타난 것으로 보인다. 그러나 Hap-6A-A를 가질 때 배 길이(-0.2 cm)와 배 넓이(-1.47 cm2) 감소 및 종자 뿌리 길이(-1.1 cm)와 전체 종자 뿌리(-7.5 cm) 길이 감소가 나타났으며, 이는 이전 국내 논문에서 높은 천립중을 나타낸 Hap-6A-G를 가질 때 배 크기와 뿌리 길이가 증가함을 나타낸다(Fig. 3b, Supplementary Table 4). TaCwi-A1, TaCWI-5D, TaSus2-2BTaGW2-6A는 모두 큰 종자크기와 관련된 대립인자인 TaCwi-A1a, Hap-5D-C, Hap-L, Hap-6A-G를 가질 때 유리한 유묘기 뿌리 생육을 나타내었다.

군집분석

뿌리 특성 관련 6개 형질과 배 특성 3개 형질 및 초엽 길이, 리터중, 천립중을 이용하여 군집분석을 실시한 결과는 Fig. 4와 같다. 3개의 군집으로 분류되었으며, 군집 I에 15 품종, 군집 II에 9 품종, 군집 III에 13 품종이 속하였다. 군집 II의 배 길이(2.00 mm) 및 배 넓이(10.58 mm2)가 가장 컸으며, 천립중(45.4 g)이 가장 무거웠고, 전체 종자 뿌리 길이(63.2 cm) 및 초엽 길이(3.6 cm)가 가장 길었으며, RAβ (106.1°)가 작았다. 군집 I은 배 길이(1.75 mm) 및 배 넓이(8.88 mm2), 천립중(40.1 g), 전체 종자 뿌리 길이(51.3 cm) 및 초엽 길이(3.15 cm)가 모두 군집 II보다 작았고, RAβ (128.1°)는 가장 높았다. 군집 III은 군집 I과 군집 II의 중간 특징을 나타냈으며, 종자 뿌리 개수와 RAα, 리터중, 종자 폭은 군집 간의 차이가 없었다. 긴 뿌리 길이 및 좁은 뿌리 각도를 나타낸 군집 II에는 천립중이 45 g 이상의 대립종자인 금강, 한백, 호중, 백강, 새금강, 태중이 포함되어 있었으며, 금강을 제외한 나머지 품종들은 모두 2000년 이후에 육성되었고, 뿌리 생육이 나빴던 군집 I은 2000년 이전에 육성된 품종이 66.7%로 많았다. 군집 II는 백찰과 호중을 제외한 나머지 품종(77.8%)이 경질밀이었으며, Rht-D1에 모두 야생형인 Rht-D1a 대립인자를 가졌지만, 군집 I는 연질밀과 단간형 대립인자인 Rht-D1b를 가진 품종이 각각 60%로 많았다. 군집 II 중 다중과 백강을 제외한 호중과 백찰, 태중, 조경, 한백과 새금강이 모두 금강을 육종소재로 이용하였기 때문에 금강과 비슷한 천립중 종실특성을 나타내는 것으로 보인다. 군집 III은 84.6%가 2000년 이후에 육성되었으며, 69.2%가 경질밀이었고, 23.1%가 Rht-D1에 단간형 대립인자인 Rht-D1b를 가졌다. 종실크기 관련 유전자 중 뿌리 특성과 배 특성에 유의미한 차이를 나타냈던, TaCwi-A1, TaCWI-5D, TaSus2-2B, TaGW2-6A의 유전자 조성을 비교해 보면, TaCwi-A1TaSus2-2B, TaCWI-5D의 큰 종자크기와 관련된 대립인자인 TaCwi-A1aHap-L, Hap-5D-C 비율은 군집 II가 각각 44.4%, 44.4%, 100%로 군집 I (26.7%, 20.0%, 80.0%) 및 군집 III (23.1%, 7.7%, 92.3%)보다 높았다. 특히 TaGW2-6A의 경우, 군집 II는 연질밀인 백찰과 호중을 제외한 77.8%가 높은 천립중과 관련된 Hap-6A-G를 가졌지만, 군집 I은 모두 Hap-6A-A를 가졌으며, 군집 III은 23.1%만이 Hap-6A-G를 가졌다.

Fig. 4. Principal components analysis of 37 Korean wheat cultivars. Percentage variation explained were 27.1% and 22.5% for principal components 1 and 2, respectively.

종실 크기가 크고 무거울 때 뿌리 길이 및 초엽 길이 증가, 뿌리 각도 감소가 나타나기 때문에 초기 생육이 좋지만, 국내 품종의 종실 크기가 클 때 등숙기간 잦은 강우로 인해 발생하는 수발아 위험성이 높다고 보고되었으며(Kim et al. 2014, Shin et al. 2013), 종실 무게가 무거울 때 PPO 활성 및 총 폴리페놀 함량이 증가해 국수용 밀가루 및 면대 색택을 어둡게 만든다는 문제가 발생한다(Kang et al. 2014). 또한 국내 밀 재배환경은 외국에 비해 짧은 등숙기간을 갖기 때문에 종실 크기가 클 때 충분한 등숙이 이루어지지 못하는 경우가 많다. 따라서 뿌리 생육을 위해 대립종자만을 선발하기 보다는 천립중과 무관하면서 뿌리 각도 및 길이 생육 QTLs 발굴을 통한 마커 제작이 필요하다.

적요

기후 변화로 인한 물 부족한 환경 조건에서 안정적으로 국내 밀을 생산하기 위해서는 뛰어난 수분 이용률을 가진 뿌리 특성이 매우 중요하다. 본 연구에서는 2년간 국내 밀 37 품종의 뿌리와 종자 표현형 특성을 단간 및 종자 크기 관련 유전자 변이 결과를 종합해서 분석하고자 하였다. 뿌리 길이는 뿌리 최대 깊이(r=0.76**) 및 총 뿌리 길이(r=0.54**)와 양의 상관 관계를 보이며, 뿌리 개수(r=-0.33**) 및 뿌리 각도 β (r=-0.51**)와는 음의 상관 관계를 보였다. 천립중은 배 폭(r=0.34**) 및 배 넓이(r=0.33**)과 양의 상관 관계를 보였으나 다른 뿌리 특성과는 상관 관계가 없었다. 그러나 배 길이가 뿌리 개수(r=0.34**) 및 초엽 길이(r=0.42**)와 양의 상관 관계를 보였다. 반왜성(Rht-B1, Rht-D1) 및 종실 크기(TaCWI-4A, TaCWI-5D, TaGW2-6A, TaSus2-2B) 유전자의 유전형 분석과 함께 뿌리와 종실의 표현형 분석을 통해, Rht-D1b 유전형이 뿌리 깊이를 감소시키고 뿌리 각도를 증가시키며 초엽 길이를 줄이는 것으로 나타났다. 종실 크기와 관련된 TaCwi-A1, TaCWI-5D, TaSus2-2B, TaGW2-6A 유전자가 TaCwi-A1a, Hap-5D-C, Hap-LHap-6A-G 등의 대립유전자를 보유할 때 뿌리 수와 뿌리 깊이가 증가하는 결과를 보였다. 국내 밀 품종은 뿌리, 종실 및 초엽 특성에 따라 각각 15개 품종, 9개 품종과 13개 품종으로 구분할 수 있었다. 본 연구 결과는 우수한 뿌리 성장과 종자 특성을 가진 자원을 선발하여 안정적인 국내 밀을 생산할 수 있는 품종을 육성의 기초자료로 이용 가능하다.

보충자료

본문의 Supplementary Tables 1-4는 한국육종학회지 홈페이지에서 확인할 수 있습니다.

사사

본 연구는 농촌진흥청 연구사업(과제명: 밀 생산성 향상 디지털농업 모델 개발 및 실증, 과제번호: PJ017048)에 의해 이루어졌음

Supplementary information
Supplementary File
References
  1. Abràmoff MD, Magalhães PJ, Ram SJ. 2004. Image processing with Image J. Biophotonics Int 11: 36-42.
  2. Adeleke E, Millas R, McNeal W, Faris J, Taheri A. 2020. Variation analysis of root system development in wheat seedlings using root phenotyping system. Agronomy 10: 206.
    CrossRef
  3. Atkinson JA, Wingen LU, Griffiths M, Pound MP, Gaju O, Foulkes MJ, Gouis JL, Griffiths S, Bennett MJ, King J, Wells DM. 2015. Phenotyping pipeline reveals major seedling root growth QTL in hexaploid wheat. J Exp Bot 66: 2283-2292.
    Pubmed KoreaMed CrossRef
  4. Bai C, Ge Y, Ashton RW, Evans J, Milne AE, Hawkesford MJ, Whalley WR, Parry MAJ, Melichar J, Feuerhelm D, Bansept P, Bartsch M. 2019. The relationships between seedling root screens, root growth in the field and grain yield for wheat. Plant Soil 440: 311-326.
    CrossRef
  5. Bai C, Liang Y, Hawkesford MJ. 2013. Identification of QTLs associated with seedling root traits and their correlation with plant height in wheat. J Exp Bot 64: 1745-1753.
    Pubmed KoreaMed CrossRef
  6. Christopher J, Christopher M, Jennings R, Jones S, Fletcher S, Borrell A, Manschadi AM, Jordan D, Mace E, Hammer G. 2013. QTL for root angle and number in a population developed from bread wheats (Triticum aestivum) with contrasting adaptation to water-limited environments. Theor Appl Genet 126: 1563-1574.
    Pubmed CrossRef
  7. Ellis MH, Spielmeyer W, Gale KR, Rebetzke GJ, Richards RA. 2002. "Perfect" markers for the Rht-B1b and Rht-D1b dwarfing genes in wheat. Theor Appl Genet 105: 1038-1042.
    Pubmed CrossRef
  8. El-Rawy MA, Hassan MI. 2014. A diallel analysis of drought tolerance indices at seedling stage in bread wheat (Triticum aestivum L.). Plant Breed Biotech 2: 276-288.
    CrossRef
  9. Gioia T, Galinski A, Lenz H, Lentz J, Heinz K, Briese C, Putz A, Fiorani F, Watt M, Schurr U, Nagel KA; Müller C. 2016. GrowScreen-PaGe, a non-invasive, high-throughput phenotyping system based on germination paper to quantify crop phenotypic diversity and plasticity of root traits under varying nutrient supply. Funct Plant Biol 44: 76-93.
    Pubmed CrossRef
  10. Golan G, Hendel E, Schwartz N, Peleg Z; Méndez Espitia GE. 2018. Activation of seminal root primordia during wheat domestication reveals underlying mechanisms of plant resilience. Plant Cell Env 41: 755-766.
    Pubmed CrossRef
  11. Guo H, Ayalew H, Seethepalli A, Dhakal K, Griffiths M, Ma XF, York LM. 2021. Functional phenomics and genetics of the root economics space in winter wheat using high-throughput phenotyping of respiration and architecture. New Phytol 232: 98-112.
    Pubmed KoreaMed CrossRef
  12. Hamada A, Nitta M, Nasuda S, Kato K, Fujita M, Matsunaka H; Okumoto. 2012. Novel QTLs for growth angle of seminal roots in wheat (Triticum aestivum L.). Plant Sci 354: 395-405.
    CrossRef
  13. Hannan MA, Saha NR, Roy SK, Woo S, Haque MS. 2021. Genetic diversity analysis and molecular screening for salinity tolerance in wheat germplasm. Plant Breed Biotech 9: 185-198.
    CrossRef
  14. Hendriks PW, Kirkegaard JA, Lilley JM, Gregory PJ, Rebetzke GJ. 2015. A tillering inhibition gene influences root-shoot carbon partitioning and pattern of water use to improve wheat productivity in rainfed environments. J Exp Bot 67: 327-340.
    Pubmed KoreaMed CrossRef
  15. Hohn CE, Bektas H. 2020. Genetic mapping of quantitative trait loci (QTLs) associated with seminal root angle and number in three populations of bread wheat (Triticum aestivum L.) with common parents. Plant Mol Biol Rep 38: 572-585.
    CrossRef
  16. Iehisa JCM, Matsuura T, Mori IC, Yokota H, Kobayashi F, Takumi S. 2014. Identification of quantitative trait loci for abscisic acid responsiveness in the D-genome of hexaploid wheat. J Plant Physiol 171: 830-841.
    Pubmed CrossRef
  17. Jiang Q, Hou J, Hao C, Wang L, Ge H, Dong Y, Zhang X. 2010. The wheat (T. aestivum) sucrose synthase 2 gene (TaSus2) active in endosperm development is associated with yield traits. Funct Integr Genomics 11: 49-61.
    Pubmed CrossRef
  18. Jiang Y, Jiang Q, Hao C, Hou J, Wang L, Zhang H, Zhang S, Chen X, Zhang X. 2015. A yield-associated gene TaCWI, in wheat: its function, selection and evolution in global breeding revealed by haplotype analysis. Theor Appl Genet 128: 131-143.
    Pubmed CrossRef
  19. Kang C-S, Kim K-H, Choi I, Sin S-H, Son J-H, Cheong Y-K, Lee C-K, Park K-G, Park CS. 2014. Effect of characteristics of grain and flour on color of noodle dough sheet and simple test for Fe content in Korean wheat cultivar. Korean J Crop Sci 59: 27-37.
    CrossRef
  20. Kim KH, Shin SH, Park S, Park JC, Kang CS, Park CS. 2014. Relationship between pre-harvest sprouting and functional markers associated with grain weight, TaSus2-2B, TaGW2-6A, and TaCWI-A1 in Korean wheat cultivars. SABRAO J Breed Genet 46: 319-328.
  21. Kim KM, Cho SW, Choe R, Ryu NK, Hwang JY, Kim JW, Kang CS, Park CS; Kim, KH. 2020. Allelic variation at loci associated with grain properties in Korean wheat cultivars. Korean J Breed Sci 52: 362-373.
    CrossRef
  22. Kobayashi F, Takumi S, Handa H. 2010. Identification of quantitative trait loci for ABA responsiveness at the seedling stage associated with ABA-regulated gene expression in common wheat. Theor Appl Genet 121: 629-641.
    Pubmed CrossRef
  23. Kulkarni M, Soolanayakanahally R, Ogawa S, Uga Y, Selvaraj MG, Kagale S. 2017. Drought response in wheat: key genes and regulatory mechanisms controlling root system architecture and transpiration efficiency. Front Chem 5: 106.
    Pubmed KoreaMed CrossRef
  24. Lynch JP. 2007. TURNER REVIEW No. 14 roots of the second green revolution. Aust J Bot 55: 493-512.
    CrossRef
  25. Ma D, Yan J, He Z, Wu L, Xia X. 2012. Characterization of a cell wall invertase gene TaCwi-A1 on common wheat chromosome 2A and development of functional markers. Mol Breed 29: 43-52.
    CrossRef
  26. Manschadi AM, Christopher J, deVoil P, Hammer GL. 2006. The role of root architectural traits in adaptation of wheat to water-limited environments. Funct Plant Biol 33: 823-837.
    Pubmed CrossRef
  27. Mori M, Oyanagi A, Haque E, Kawaguchi K, Miura H, Abe F. 2020. 2020 Terminal regions of chromosome arms 6AL and 6BL carry QTL affecting seminal root angle in wheat (Triticum aestivum L.). Plant Root 14: 23-31.
    CrossRef
  28. Nagel KA, Putz A, Gilmer F, Heinz K, Fischbach A, Scharr H, Fiorani F, Walter A, Schurr U. 2012. GROWSCREEN-Rhizo is a novel phenotyping robot enabling simultaneous measurements of root and shoot growth for plants grown in soil-filled rhizotrons. Funct Plant Biol 39: 891-904.
    Pubmed CrossRef
  29. Nagel KA, Lenz H, Kastenholz B, Gilmer F, Averesch A, Putz A, Heinz K, Fischbach A, Scharr H, Fiorani F, Walter A, Schurr U. 2020. The platform GrowScreenAgar enables identification of phenotypic diversity in root and shoot growth traits of agar grown plants. Plant Methods 16: 1-17.
    Pubmed KoreaMed CrossRef
  30. Ober ES, Alahmad S, Cockram J, Forestan C, Hickey LT, Kant J, Maccaferri M, Marr E, Milner M, Pinto F, Rambla C, Reynolds M, Salvi S, Sciara G, Snowdon RJ, Thomelin P, Tuberosa R, Uauy C, Voss-Fels KP, Wallington E, Watt M. 2021. Wheat root systems as a breeding target for climate resilience. Theor Appl Genet 134: 1645-1662.
    Pubmed KoreaMed CrossRef
  31. Palta JA, Chen X, Milroy SP, Rebetzke GJ, Dreccer MF, Watt M. 2011. Large root systems: are they useful in adapting wheat to dry environments?. Fun Pl Biol 38: 347-354.
    Pubmed CrossRef
  32. Perkins AC, Lynch JP. 2021. Increased seminal root number associated with domestication improves nitrogen and phosphorus acquisition in maize seedlings. Annals Botany 128: 453-468.
    Pubmed KoreaMed CrossRef
  33. Pflugfelder D, Kochs J, Koller R, Jahnke S, Mohl C, Pariyar S, Fassbender H, Nagel KA, Watt M, van Dusschoten D. 2022. The root system architecture of wheat establishing in soil is associated with varying elongation rates of seminal roots: quantification using 4D magnetic resonance imaging. J Exp Botany 73: 2050-2060.
    Pubmed CrossRef
  34. RDA (Rural Development Administraion). 2012. Agricultural science and technology of analysis based on research (Ⅰ). pp. 315-374..
  35. Rebetzke GJ, Condon AG, Rattey AR, Farquhar GD, Richards RA. 2013. Genomic regions for canopy temperature and their genetic association with stomatal conductance and grain yield in bread wheat (Triticum aestivum L.). Fun Pl Biol 40: 14-26.
    Pubmed CrossRef
  36. Rebetzke GJ, Zhang H, Ingvordsen CH, Condon AG, Rich SM, Ellis MH. 2022. Genotypic variation and covariation in wheat seedling seminal root architecture and grain yield under field conditions. Theor Appl Genet 135: 3247-3264.
    Pubmed CrossRef
  37. Ren Y, He X, Liu D, Li J, Zhao X, Li B, Tong Y, Zhang A, Li Z. 2012. Major quantitative trait loci for seminal root morphology of wheat seedlings. Mol Breed 30: 139-148.
    CrossRef
  38. Rich SM, Christopher J, Richards R, Watt M. 2020. Root phenotypes of young wheat plants grown in controlled environments show inconsistent correlation with mature root traits in the field. J Exp Bot 71: 4751-4762.
    Pubmed KoreaMed CrossRef
  39. Rich SM, Watt M. 2013. Soil conditions and cereal root system architecture: Review and considerations for linking Darwin and Weaver. J Exp Botany 64: 1193-1208.
    Pubmed CrossRef
  40. Richard C, Christopher J, Chenu K, Borrell A, Christopher M, Hickey L. 2018. Selection in early generations to shift allele frequency for seminal root angle in wheat. Plant Genome 11: 170071.
    Pubmed CrossRef
  41. Richard CA, Hickey LT, Fletcher S, Jennings R, Chenu K, Christopher JT. 2015. High-throughput phenotyping of seminal root traits in wheat. Plant Methods 11: 1-11.
    Pubmed KoreaMed CrossRef
  42. Shin S, Kim KH, Kang CS, Park JC, Hyun JN, Park CS. 2013. Effects of agronomic characteristics and grain morphology on pre-harvest sprouting in Korean wheat cultivar. Korean J Breed Sci 45: 346-357.
    CrossRef
  43. Smith S, Smet ID. 2012. Root system architecture: insights from Arabidopsis and cereal crops. Phil Trans R Soc B 367: 1441-1452.
    Pubmed KoreaMed CrossRef
  44. Su Z, Hao C, Wang L, Dong Y, Zhang X. 2011. Identification and development of a functional marker of TaGW2 associated with grain weight in bread wheat (Triticum aestivum L.). Theor Appl Genet 122: 211-223.
    Pubmed CrossRef
  45. Tracy SR, Nagel KA, Postma JA, Fassbender H, Wasson A, Watt M. 2020. Crop improvement from phenotyping roots: highlights reveal expanding opportunities. Trends Plant Sci 25: 105-118.
    Pubmed CrossRef
  46. Uga Y, Sugimoto K, Ogawa S, Rane J, Ishitani M, Hara N, Kitomi Y, Inukai Y, Ono K, Kanno N, Inoue H, Takehisa H, Motoyama R, Nagamura Y, Wu J, Matsumoto T, Takai T, Okuno K, Yano M. 2013. Control of root system architecture by DEEP ROOTING 1 increases rice yield under drought conditions. Nat Genet 45: 1097-1102.
    Pubmed CrossRef
  47. Watt M, Fiorani F, Usadel B, Rascher U, Muller O, Schurr U. 2020. Phenotyping: New windows into the plant for breeders. Annu Rev Plant Biol 71: 689-712.
    Pubmed CrossRef
  48. Wojciechowski T, Gooding MJ, Ramsay L, Gregory PJ. 2009. The effects of dwarfing genes on seedling root growth of wheat. J Exp Bot 60: 2565-2573.
    Pubmed KoreaMed CrossRef
  49. Xu D, Hao Q, Yang T, Lv X, Qin H, Wang Y, Jia C, Liu W, Dai X, Zeng J, Zhang H, He Z, Xia X, Cao S, Ma W. 2023. Impact of "Green Revolution" gene Rht-B1b on coleoptile length of wheat. Front Plant Sci 14: 1147019.
    Pubmed KoreaMed CrossRef
  50. Zampieri M, Ceglar A, Dentener F, Toreti A. 2017. Wheat yield loss attributable to heat waves, drought and water excess at the global, national and subnational scales. Environ Res Lett 12: 064008.
    CrossRef
  51. Zhang H, Cui F, Wang L, Li J, Ding A, Zhao C, Bao Y, Yang Q, Wang H. 2013. Conditional and unconditional QTL mapping of drought-tolerance-related traits of wheat seedling using two related RIL populations. J Genet 92: 213-231.
    Pubmed CrossRef


June 2024, 56 (2)
Full Text(PDF) Free

Social Network Service
Services

Cited By Articles
  • CrossRef (0)

Funding Information